Pruebas bioquímicas utilizadas para identificación de enterobacterias

1. PRUEBAS BIOQUÍMICAS
PARA ENTEROBACTERIAS
Susana González Gurrola
3°B
CATEDRÁTICO: M.C. JHOADAN B. ROCÍO LUJÁN LÓPEZ

2. IDENTIFICACIÓN MICROBIANA
Se entiende por identificación microbiana al conjunto de técnicas y
procedimientos que se aplican para establecer la identidad de un
microorganismo.

3. MÉTODOS DE IDENTIFICACIÓN
BACTERIANA
Los métodos más utilizados para la identificación microbiana, los podemos
clasificar en:
1. Métodos basados en criterios morfológicos
2. Métodos basados en tinción diferencial
3. Métodos basados en pruebas bioquímicas
4. Métodos basados en tipificación con fagos
5. Métodos basados en pruebas serológicas
6. Métodos basados en detección molecular

4. En la mayoría de los casos la identificación no se realiza con base a un solo
método, sino a la combinación de más de uno.

5. MÉTODOS BASADOS EN CRITERIOS
MORFOLÓGICOS
Los rasgos morfológicos han ayudado a los taxonomistas por
muchos años a clasificar organismos.
Los organismos superiores tienen rasgos anatómicos tan
diferentes que pueden ser fácilmente utilizados en su
clasificación, pero con respecto a los microorganismos, éstos
lucen bajo el microscopio tan similares que se dificulta su
clasificación.

6. Sin embargo, aun cuando la morfología celular dice poco sobre las
relaciones filogenéticas, sigue siendo útil para la identificación bacteriana.
Por ejemplo: la presencia de endosporas y su localización resulta de mucha
utilidad en la identificación de bacilos esporulados.

7. MÉTODOS BASADOS EN TINCIÓN
DIFERENCIAL
La mayor parte de las bacterias, teñidas con Gram, las podemos clasificar
como gram positivas o gram negativas, otras tinciones diferenciales, como la
ácido resistente, se aplican a otro tipo de bacterias.
Un examen microscópico de una lámina teñida por medio de gram o de una
tinción diferencial es útil para obtener una información rápida sobre la
calidad de un ambiente clínico.

8. MÉTODOS BASADOS EN TIPIFICACIÓN
CON FAGOS
La interacción entre un virus bacteriofago (fago) y su célula bacteriana
sensible es sumamente específica, ya que el proceso de adsorción se
encuentra mediado por receptores específicos tanto en el virus como en la
célula bacteriana.

9. El uso de fagos específicos permite identificar y subclasificar
bacterias dentro de una misma especie.

10. MÉTODOS BASADOS EN ENSAYOS
SEROLÓGICOS
Los métodos serológicos, implican la utilización de preparaciones de
inmunoglobulinas específicas provenientes del suero o de un reactivo, y que
pueden ser de gran utilidad en la identificación microbiana en muestras puras
o en muestras biológicas.

11. MÉTODOS BASADOS EN BIOLOGÍA
MOLECULAR
Modernamente adquiere más importancia el uso de métodos basados en
biología molecular donde, a través de procedimientos y reactivos, se pueden
detectar determinadas secuencias de ADN que son propias de un
determinado agente microbiano.

12. MÉTODOS BASADOS EN PRUEBAS
BIOQUÍMICAS
Las pruebas bioquímicas han sido ampliamente
utilizadas para diferenciar bacterias. Estas
pruebas se fundamentan en demostrar si el
microorganismo es capaz de fermentar
azúcares, la presencia de enzimas, la
degradación de compuestos, la producción de
compuestos coloreados, etc.

13. Aun bacterias fuertemente relacionadas pueden separarse en dos especies
diferentes con base a pruebas bioquímicas.
Por ejemplo, las bacterias entéricas gram negativas, forman un grupo muy
grande y heterogéneo cuyo hábitat natural es el tracto gastrointestinal de
humanos y otros animales. Esta familia, Enterobacteriaceae, incluye a varios
patógenos que causan síndromes diarreicos.

14. Existen flujogramas, para la identificación bacteriana, mediante pruebas
bioquímicas de microorganismos.
Por ejemplo, la presencia de un coco bacilo gram negativo, facultativo,
fermentador de glucosa, oxidasa negativo, nos indica la presencia de una
enterobacteria, para determinar su género podemos seguir el siguiente
esquema.

16. PRUEBAS BIOQUÍMICAS
• Citrato
• Ureasa
• Voges-Proskauer
• Rojo de metilo
• Sulfuro Indol Movilidad (SIM)
• Movilida, Indol, Ornitina (MIO)
• Triple azúcar Herro (TSI)
• Agar Lisina Hierro (LIA)

17. COLOR: VERDE
INDICADOR: AZUL DE BROMOCRESOL
SUSTRATO PRINCIPAL: CITRATO DE SODIO

18. PRINCIPIO
Es una sal del acido cítrico.
Algunas bacterias pueden obtener energía de fuentes distintas de la
fermentación de los hidratos de carbono, con el citrato como única fuente
de carbono.
La medición de esta característica es importante para identificar muchos
miembros de la familia Enterobacteriaceae. Cualquier medio usado para
detectar la utilización del citrato por las bacterias que se van a probar debe
carecer de proteínas e hidratos de carbono como fuente de carbono.

19. La utilización del citrato por la
bacteria que se va a probar se
detecta en el medio de citrato por
la producción de subproductos
alcalinos.

20. El medio contiene citrato de sodio, que es un anión, como única fuente de
carbono, y fosfato de amonio como única fuente de nitrógeno. Las bacterias
que pueden utilizar el citrato también pueden extraer nitrógeno de la sal de
amonio, con producción de amoniaco (NH+), lo que produce la
alcalinización del medio por conversión del NH a hidróxido de amonio
(NH4OH).

21. El indicador es el azul de bromotimol, que es amarillo por debajo de pH 6 y
azul por encima de pH 7,6.

23. MEDIO DE CULTIVO
El medio para citrato utilizado con mayor
frecuencia es la formula de Simmons.
El medio se coloca en tubos inclinados
(agar en pico de flauta).

24. La formula del medio de citrato de
Simmons es la siguiente:
• Fosfato de amonio dihidrogenado 1 g
• Fosfato dipotasico 1 g
• Cloruro de sodio 5 g
• Citrato de sodio 2 g
• Sulfato de magnesio 0 ,20 g
• Agar 15 g
• Azul de bromotimol 0 ,08 g
• Agua destilada 1 L
• pH final = 6,9

25. PROCEDIMIENTO
Se toma una colonia bien aislada de la superficie de un medio de aislamiento
primario y se siembra en forma de estría única en el pico de flauta (agar
inclinado) del tubo de agar citrato.
El tubo se incuba a 35 °C
durante 24 a 48 horas.

26. RESULTADOS
La prueba positiva esta representada por la
producción de color azul oscuro en el termino de
24 a 48 horas, que indica que el microorganismo
en prueba ha sido capaz de utilizar el citrato
contenido en el medio, con formación de
productos alcalinos.

27. • La prueba también puede considerarse positiva sin
que haya color azul, si hay desarrollo visible en la
estría de siembra. Esto es valido porque para que el
desarrollo sea visible, el microorganismo debió
haber ingresado en la fase logarítmica de
crecimiento, lo que solo es posible si ha asimilado
carbono y nitrógeno.

28. Microorganismos Positivos
• Salmonella
• Arizona
• Citrobacter
• Enterobacter
• Klebsiella
• Serratia licuefaciensis
• Pseudomonas cepacia
Microorganismos Negativos
• Edwarsiella
• Yersinia enterocolítica
• Escherichia coli
• Shigella
• Yersinia pseudotuberculosis
• Otras especies de Moraxella
• Proteus morganii

29. Ureasa
COLOR: ROSADO
INDICADOR: ROJO FENOL
SUSTRATO PRINCIPAL: UREA

30. PRINCIPIO
Es una diamida del acido carbónico
Todas las amidas se hidrolizan fácilmente, con liberación de amoniaco y
dióxido de carbono.
El amoniaco reacciona en solución para formar carbonato de amonio, lo que
produce alcalinización y aumento de pH del medio.

32. MEDIOS DE CULTIVO
Los dos medios utilizados con mayor frecuencia son el caldo urea de Stuart y el agar urea
de Christensen.
CALDO UREA DE STUART AGAR UREA DE CHRISTENSEN
Extracto de levadura 0,1 g Peptona 1 9
Fosfato monopotasico 9,1 g Glucosa 1 g
Fosfato disodico 9,5 g Cloruro de sodio 5 g
Urea 20 g Fosfato monopotasico 2 g
Rojo fenol 0,01 g Urea 20 g
Agua destilada 1 L Rojo fenol 0 ,012 g
Agar 15 g
Agua destilada 1 L
pH final = 6,8 pH final = 6,8

33. PROCEDIMIENTO
El medio liquido se siembra con un ansa de cultivo puro del microorganismo
por probar.
La superficie inclinada del agar (pico de flauta) se siembra en estría con el
microorganismo por probar. Ambos medios se incuban a 35 °C durante 18 a
24 horas.

34. RESULTADOS
Los microorganismos que hidrolizan la urea rápidamente pueden producir
reacciones positivas en l o 2 horas; las especies menos activas pueden
requerir 3 días o mas. Las reacciones son las siguientes:

35. 1. Caldo de Stuart:
Un color rojo en todo el medio indica
alcalinización e hidrolisis de la urea.

36. 2. Agar de Christensen:
Degradadores rápidos de la urea (especies de Proteus): color rojo en todo el
medio.
Degradadores lentos de la urea (especies de Klebsiella): inicialmente color rojo
solo en el pico de flauta, que gradualmente se extiende a todo el tubo.

37. 3. Ausencia de hidrolisis de la urea: el medio
conserva su color amarillo original.

38. Microorganismos positivos
• Klebsiella
• Proteus (rápido)
Microorganismos negativos
• Escherichia coli
• Providencia

39. Voges-
Proskauer

40. PRINCIPIO
Voges-Proskauer es un epónimo doble, en honor de dos microbiólogos que
trabajaron a principios del siglo xx. Estos investigadores fueron los primeros en
observar la reacción de color rojo producida en medios de cultivo
adecuados después del tratamiento con hidróxido de potasio. Luego se
descubrió que el producto activo del medio, formado por el metabolismo
bacteriano, es el acetil metil carbinol, producto de la vía del butilenglicol.

41. • El acido pirúvico, se metaboliza da como resultado la producción de
acetoina (acetil metil carbinol).
• Los microorganismos del grupo Klebsiella- Enterobacter-Hafnia-Serratia
producen acetoina como producto metabólico final principal del
metabolismo de la glucosa y forman cantidades pequeñas de ácidos
mixtos.
• En presencia de oxigeno atmosférico e hidróxido de potasio al 40%, la
acetoina se convierte a diacetilo y el a-naftol sirve de catalizador para
producir un complejo de color rojo.

42. MEDIOS DE CULTIVO
A. Caldo VP/RM
• Polipeptona 7g
• Glucosa 5 g
• Fosfato dipotasico 5 g
• Agua destilada 1 L
• pH final = 6,9
B. Reactivos
• oc-naftol al 5%. intensificador de color
• a-naftol 5 g
• Alcohol etilico absoluto 100 mL
• Hidroxido de potasio al 40%, agente
oxidante
• Hidroxido de potasio 40 g
• Agua destilada 100 mL
El medio utilizado con mayor frecuencia es el caldo de rojo de metilo-
Voges-Proskauer (MR/VP) segun la formula de Clark y Lubs.

43. PROCEDIMIENTO
Sembrar un tubo de caldo MR/VP con un cultivo puro del microorganismo por
probar. Incubar 24 horas a 35 °C.
Finalizada la incubación, transferir 1 ml del caldo a un tubo de ensayo limpio.
Agregar 0,6 ml de a-naftol al 5%, seguidos de 0,2 ml de KOH al 40%.
Es esencial que los reactivos sean agregados en ese orden. Agitar
suavemente el tubo para exponer el medio al oxigeno atmosférico y dejar el
tubo en reposo durante 10 a 15 minutos.

44. RESULTADOS
Positivo: desarrollo de color rojo 15 minutos o mas después del agregado de
los reactivos, que indica la presencia de diacetilo, el producto de oxidación
de la acetoina.
La prueba no debe leerse mas allá de una hora después de dejar los tubos en
reposo, porque los cultivos Voges-Proskauer negativos pueden producir un
color cobrizo, que se puede interpretar como un positivo falso.

45. Microorganismos positivos
• Klebsiella pneuminiae
• Yersinia enterocolítica
Microorganismos negativos
• Escherichia coli
• K. ozaenae

46. Rojo de
Metilo

47. PRINCIPIO
El rojo de metilo es un indicador de pH con un rango entre 6 (amarillo) y 4,4
(rojo). El pH al cual el rojo de metilo detecta los ácidos es mucho mas bajo
que el pH correspondiente a otros indicadores utilizados en medios de cultivo
bacteriológicos. Por lo tanto, para provocar un cambio de color, el
microorganismo en estudio debe producir grandes cantidades de acido del
sustrato de hidratos de carbono que se utilice.
La prueba del rojo de metilo es una prueba cuantitativa de la producción de
acido, que requiere que los microorganismos positivos produzcan ácidos
fuertes (lactico, acetico, formico) de la glucosa.

49. MEDIOS DE CULTIVO
A. Caldo VP/RM
• Polipeptona 7g
• Glucosa 5 g
• Fosfato dipotasico 5 g
• Agua destilada 1 L
• pH final = 6,9
B. Reactivos
• Indicador de pH rojo de metilo.
• Rojo de metilo, 0,1 g en 300 ml de
alcohol etílico al 95%.
• Agua destilada, 200 ml.
El medio utilizado con mayor frecuencia es el caldo de rojo de metilo-
Voges-Proskauer (MR/VP) según la formula de Clark y Lubs.

50. PROCEDIMIENTO
1. Sembrar el caldo MR/VP con un cultivo puro del microorganismo en
estudio. Incubar el caldo a 35 °C durante 48 a 72 horas (no menos de 48
horas).
2. Finalizada la incubación, agregar 5 gotas del reactivo de rojo de metilo
directamente al caldo.

51. RESULTADOS
Positivo: El desarrollo de color rojo
estable en la superficie del medio indica
la suficiente producción de acido como
para disminuir el pH a 4,4.

52. • Negativo: Como otros microorganismos
pueden producir pequeñas cantidades
de acido del sustrato probado, puede
observarse un color naranja, intermedio
entre amarillo y rojo. Esto no indica una
prueba positiva.

54. Microorganismos positivos
• Escherichia coli
• Especies de Yersinia
Microorganismos negativos
• Enterobacter aerógenes
• Enterobacter cloacae
• Klebsiella

55. SIM: Sulfuro indol movilidad
MIO: Movilidad indol ornitina
Indol

56. PRINCIPIO
Es uno de los productos de degradación metabólica del aminoácido
triptófano.
La prueba del indol se basa en la formación de un complejo de color rojo
cuando el indol reacciona con el grupo aldehído del p-
dimetilaminobenzaldehido.
En la practica se utilizan medios combinados, como el medio de sulfuro indol
para motilidad (SIM), el medio para motilidad indol omitina (MIO) o el medio
indol nitrato.

57. SIM: SULFURO INDOL MOVILIDAD
• Determinar si un organismo es móvil o inmóvil, si es
capaz de liberar ácido sulfhídrico por acción
enzimática de los aminoácidos que contienen azufre
produciendo una reacción visible de color negro y
por último la capacidad de desdoblar el indol de la
molécula de triptófano.

58. • Producción de ácido
sulfhídrico
• Producción de Indol
• Movilidad

59. PRODUCCIÓN DE ÁCIDO
SULFHÍDRICO
La bacteria reacciona con el tiosulfato de sodio por medio de una reacción
de reducción que da un sulfito y un sulfato.
El gas incoloro SH2 reacciona con una sal pesada, citrato férrico de amonio
para producir un precipitado negro insoluble, sulfato ferroso.

60. PRODUCCIÓN DE INDOL
El triptófano es un aminoácido que puede ser oxidado por ciertas bacterias
para formar tres metabolitos principales: indol, escatol e indolacético.
La formación de indol se produce solamente en aquellos organismos
capaces de fermentar los hidratos de carbono.

61. MEDIOS Y REACTIVOS
Caldo triptofano (triptofano al 1%)
• Peptona o digerido pancreatico de caseina (tripticasa) 2 g
• Cloruro de sodio 0,5 g
• Agua destila da 100 ml
Reactivo de Kovac
• Alcohol amilico o isoamilico puro 150 ml
• p-dimetilaminobenzaldehido 10 g
• HCI concentrado 50 ml
Reactivo de Ehrlich
• p-dimetilaminobenzaldehido 2 g
• Alcohol etílico 190 ml
• HCI concentrado 40 ml

62. PROCEDIMIENTO
Sembrar el caldo triptófano con el microorganismo por probar e incubar a 35
°C durante 18 a 24 horas.
Una vez transcurrido este tiempo, agregar 15 gotas del reactivo haciendo
que se deslicen por la pared del tubo.
Si se utiliza el reactivo de Ehrlich, este paso debe ser precedido por el
agregado de 1 mL de xilol. Esto no es necesario con el reactivo de Kovac.

63. RESULTADOS
Ácido sulfhídrico:
Positivo: ennegrecimiento del medio
Negativo: Sin ennegrecimiento

64. Indol:
Positivo: Anillo rojo en la superficie del medio
Negativo: No se produce color /Color naranja en la superficie del medio
indica desarrollo de escatol, un compuesto metilado que puede ser precursor
de la formación de indol.
La reacción positiva después de 24 horas indica una prueba completa.
Si el cultivo de 24 hrs es negativo deberá incubarse otras 24 horas y repetirse
la prueba.

65. Movilidad
Positiva: los organismos móviles migran de la línea de siembra y se difunden
en el medio provocando turbiedad.
Negativa: Crecimiento bacteriano acentuado siguiendo la línea de siembra.

66. Bacterias Producción H2S Producción Indol Movilidad
Salmonella typhi +/- - +
Salmonella +/- - +
E. coli - + +/-
Klebsiella - +/- -
Enterobacter - - +
Citrobacter + - +
Shigella - +/- +/-

67. MIO:
MOVILIDAD, INDOL, ORNITINA
Composición del medio:
• Extracto de levadura
• Peptona
• L-Ornitina
• Dextrosa
• Agar
• Agua
• Indicador de pH: púrpura de bromocresol
• Ácido: amarillo pH 5.2
• Alcalino: Púrpura pH 6.8
• Medio no inoculado: Púrpura intenso brillante pH 6.0

68. PRINCIPIO
El MIO se utiliza para la identificación de enterobacterias
sobre la base de movilidad, la producción de ornitina
descarboxilasa e indol.
1. Descarboxilación de ornitina
2. Producción de indol
3. Movilidad

69. • Descarboxilación de ornitina: mide la
capacidad enzimática de un
organismo para descarboxilar un
aminoácido para formar una amina,
con la consiguiente alcalinidad.

70. • Producción de indol: El triptófano es un
aminoácido que puede ser oxidado
por ciertas bacterias para formar tres
metabolitos principales: indol, escatol
e indolacético.

71. PROCEDIMIENTO
Inoculación: picadura en forma vertical
Tiempo: 28-48 hrs
Temperatura 35 -37°C

72. RESULTADOS
Ornitina descarboxilasa
Positivo: color púrpura del medio
Negativo: color amarillo en el fondo del tubo que puede ser púrpura al final
Indol:
Positivo: anillo rojo en la superficie del medio
Negativa: No se Produce color / Color naranja en la superficie del medio,
indica desarrollo de escatol

73. Movilidad:
Positiva: los organismos móviles migran de la línea de siembra y se difunden
en el medio provocando turbiedad.
Negativa: crecimiento bacteriano acentuado siguiendo la línea de siembra.

74. Microorganismos ornitina
positivos
• Especies de Enterobacter
• Proteus mirabilis
• Proteus morganii
• Yersinia enterocolitica
Microorganismos ornitina
negativos
• Especies de Klebsiella
• Enterobacter aglomerans
• Proteus vulgaris
• Proteus rettgeri
• Yersinia pestis
• Yersinia pseudotuberculosis

75. Bacterias Producción Indol Movilidad Producción H2S
Salmonella typhi - + +/-
Otras Salmonellas - + +/-
E. coli + +/- -
Klebsiella +/- - -
Enterobacter - + -
Citrobacter - + +
Shigella +/- +/- -

76. TSI: Triple azúcar
Hierro

77. MEDIO DE CULTIVO
Agar hierro de klinger (AHK)
Composición:
Estracto de carne Extracto de levadura
Peptona Proteasa
Lactosa Dextrosa
Sulfato ferroso Cloruro de Na
Tiosulfato de Na Agar
Agua destilada Indicador: Rojo fenol
Ácido: amarillo
Alcalino: Rojo
Medio no inoculado: naranja rojizo, pH 7.4

78. PRINCIPIO
Determina la capacidad de un organismo de atacar un
hidrato de carbono específico incorporado en un medio de
crecimiento básico, con producción o no de gases, junto
con la determinación de posible ácido sulfhídrico.

79. La fermentación es un proceso que se lleva a cabo en condiciones aeróbicas
(pico de flauta) y anaeróbicamente (capa inferior)
El medio TSI contiene una cantidad limitante de glucosa y concentración 10
veces mayor de lactosa. Las enterobacterias y los fermentadores de glucosa
comienzan metabolizando este azúcar.
Una vez que se ha reducido toda la glucosa piruvato, este se metaboliza por
el ciclo de Krebs formando productos finales ácidos.

80. El ácido en el medio hace virar el amarillo del indicador de pH, rojo fenol.
A 6 horas de la incubación, la zona de la estría y el fondo del tubo tendrán un
color amarillo (fermentador de glucosa)

81. Si el fondo permanece rojo, no hay variación de pH (no fermentador de
glucosa)
Si el color rojo es mas intenso que el original, hay alcalinización (no es
miembro de la familia enterobacteriaceae)

82. Al agotar la glucosa la bacteria utiliza la lactosa o sacarosa.
Después de 18-24 hrs, el medio permanece amarillo, reacción ácido sobre
ácido (A/A). Fermentador de lactosa.
La producción de gas romperá el agar o lo empujara hacia arriba. Reacción
A/A más gas.

83. Si no utiliza la lactosa, hará uso de proteínas o aminoácidos.
El metabolismo proteico se produce en la superficie de la zona inclinada
donde el oxígeno es abundante.
18-24 hrs de incubación: zona inclinada roja fondo del agar amarillo
(metabolismo anaerobio de glucosa inicial). Reacción alcalina sobre ácido
K/A.

84. Las bacterias que fermentan glucosa también pueden formar productos
alcalinos a partir de la utilización de la peptona, sobre la zona inclinada.
Reacción K/K.

85. PROCEDIMIENTO
Inoculación: picadura y estría en pico de flauta.
Tiempo: 18-24 hrs
Temperatura:35-37°C

86. RESULTADOS
K/A: fermentación de glucosa solamente (Pico de flauta
alcalino/profundidad ácida). Característico de bacterias no fermentadores
de lactosa como Shigella.
A/A: fermentación de glucosa y lactosa (Pico de flauta ácido/ profundidad
ácida). Característicos de E. coli y grupo Klebsiella-Enterobacter.
K/K: No fermentación de glucosa y lactosa (pico de flauta
alcalino/profundidad alcalina). Característico de bacterias no fermentadoras
como Pseudomas aeruginosa

89. Especie bacteriana Superficie Fondo Gas H2S
Enterobacter A K ++ -
Klebsiella A A ++ -
E. Coli A A + -
Shigella K A - -
Salmonella typhi K A - +
Salmonella paratyphi K A + -
Citrobacter K A + +++
Proteus vulgaris K A + +++
Providencia K A +/- -

90. LIA: Agar Lisina
Hierro
COLOR: LILA
INDICADOR: PÚRPURA DE BROMOCRESOL
SUSATRATPOS PRINCIPALES: LISINA Y HLUCOSA

91. MEDIO DE CULTIVO
Base de descarboxilasa de Moller
Composición:
Peptona Extracto de carne
Piridoxal L-lisina
Citrato de amonio Tiosulfato de sodio
Glucosa Agua destilada
Agar Indicador de pH: Purpura de bromocresol
Ácido: Amarillo pH 5.2
Alcalino: Púrpura pH 6.8
Medio no inoculado: Purpura intenso brillante pH 6.0

92. PRINCIPIO
Mide la capacidad enzimática de un organismo para descarboxilar un
aminoácido (lisina y arginina) para formar una amina con la consiguiente
alcalinidad.

93. PROCEDIMIENTO
Inoculación: por picadura y estría, inóculo liviano.
Temperatura: 35-37°C
Tiempo 18-24 hrs

94. RESULTADOS
A: ácido
K: alcalino
N: neutra
R: Rojo (desaminación oxidativa)

95. • K/K: Azul de Prusia/azul de Prusia. Desaminación oxidativa/descarboxilación.
• K/A: azul de Prusia/lila. No desaminación.
• Producción de H2S: Enegrecimiento del medio
• Producción de gas: burbujas o levantamiento del medio de cultivo de las
paraedes del tubo.

98. Especie Bacteriana Superficie Fondo Gas H2S
E. Coli K K/N +/- -
Shigella K A - -
Salmonella typhi K K - +/-
S. paratyphi K K +/- -/+
Enterobacter clocae K A +/- -

99. Agar
sangre

100. El agar sangre es una combinación de un agar base (agar nutritivo) con
fuente proteica (digeridos trípticos, digeridos proteicos de soja) el cual tiene
un agregado de 5 % de sangre ovina, (también puede usarse sangre
humana, para cultivos en una placa de Agar) con una pequeña cantidad de
hidratos de carbono naturales y cloruro sódico.

101. Se usa para ver la capacidad hemolítica de los microorganismos patógenos
(que es un factor de virulencia). Observando los halos hemolíticos alrededor
de las colonias se determina el tipo de hemólisis que posee:
• Alfa: halos verdosos
• Beta: halos incoloros
• Gamma: inexistencia de halos.

102. Hemólisis alfa

103. Hemólisis beta

104. Hemólisis Gamma